La formación de biopelículas en tubos de traqueotomía, tubo de traqueotomía plata.

La formación de biopelículas en tubos de traqueotomía, tubo de traqueotomía plata.

Un aspecto de la formación de biopelículas que todavía está sujeto a debate es si el material específico que se utiliza para la fabricación de un tubo tiene ninguna incidencia en la incidencia de infección. Hemos llevado a cabo una prueba de cuatro diferentes materiales de tubo – cloruro de polivinilo, silicona, acero inoxidable y plata de ley – para determinar cómo las biopelículas bacterianas se forman en tubos de traqueotomía y para determinar si hay una diferencia dependiente del material en la formación de biopelículas. microscopía electrónica de barrido demostraron que Pseudomonas aeruginosa y Staphylococcus epidermidis tanto forman biopelículas bacterianas en tubos de traqueotomía in vitro. También se encontró que no había diferencia en la susceptibilidad a la formación de biopelículas entre los cuatro materiales de los tubos ensayados.

La práctica de la colocación quirúrgica de prótesis y otros dispositivos está muy extendida y beneficioso, aunque estos productos son susceptibles a la infección bacteriana que alberga. Las infecciones crónicas que son resistentes a la terapia con antibióticos en última instancia, pueden requerir la retirada y la sustitución de un dispositivo o implante, incluyendo tubos de traqueotomía, que están asociados con infecciones respiratorias nosocomiales.

El objetivo de este estudio fue determinar si las biopelículas bacterianas se forman en tubos de traqueotomía in vitro y para determinar si hay una diferencia sustancial dependiente de la formación de biopelículas bacterianas.

materiales y métodos

Se utilizaron cuatro tipos de tubo de traqueotomía estéril en este estudio: cloruro de polivinilo (Mallinckrodt, St. Louis), silicona (BivonaMedical Tecnologías; Gary, Ind.), acero inoxidable (Pilling Weck, Markham, Ont.), plata de ley (Pilling Weck ). Una sección de 1 cm fue tomada en el mismo lugar (2 cm de la punta) de cada tubo debido a que el tamaño y la forma de un tubo entero hizo su inmersión completa en tubos de cultivo imposibles.

Para los controles negativos, las muestras de cada tubo de traqueotomía se colocaron en solución TSB sin bacterias. El brazo experimental consistió de muestras de cada tubo de traqueotomía en soluciones separadas de P. aeruginosa y S. epidermidis solo solo. Todos los tubos de cultivo se mantuvieron a 37 [grados] C durante 6 días para promover la formación de biopelículas.

Las muestras se retiraron y se lavaron 10 veces con 35 ml de agua estéril para eliminar bacterias libres y restos que no están adjuntas a las muestras. Para asegurar la presencia de bacterias viables en tubos de cultivo experimentales y para garantizar que no hay contaminación bacteriana estaba presente en los tubos de control TSB, un asa estéril se sumergió en los tubos de control TSB y en la bacteria que contiene tubos experimentales y rayado sobre ovejas-sangre medio de agar. No se observó crecimiento de los controles negativos, mientras que los cultivos de muestras experimentales contenían numerosas colonias de bacterias dentro de las 48 horas.

En preparación para la microscopía electrónica de barrido (SEM), cada muestra se fijó en una solución de formaldehído y glutaraldehído. Las muestras se lavaron en solución salina con fosfato, y luego un segundo fijador, tiocarbohidrazida y tetróxido de osmio, se aplicó a preservar los lípidos y moléculas grandes. Las muestras eran de plata recubierto y se secan para completar la preparación para SEM. Un microscopio electrónico de barrido (modelo S450; Hitachi; Tokio) se utilizó para analizar cada muestra de tanto el control y tubos de bacterias expuestas para la presencia de la formación de biopelículas bacterianas.

Todos los tubos de control produjo ninguna evidencia de la formación de biopelículas en la inspección macroscópica y examen SEM. Todos los tubos expuestos a P. aeruginosa y S. epidermidis fueron recubiertos con un color marrón, película viscosa y translúcida en el examen macroscópico, y todos tenían la cobertura de biopelículas casi idéntica en SEM (figura). Los biofilms de P. aeruginosa aparecieron hojas como confluentes de células dentro de una matriz extracelular densa. Las biopelículas de S. epidermidis aparecieron como montículos de células estrechamente adherentes dentro de una matriz relativamente menos extracelular.

S. epidermidis forma biofilms de una manera similar – uno en el que las interacciones de la superficie celular desempeñan un papel clave. Polisacárido capsular / adhesina y autolisina localizada-de la superficie celular (ATLE) son dos de las proteínas clave que permiten a la unión superficial de S. epidermidis. (5,6) Polisacárido / adhesina es también un componente principal de una matriz de polisacárido que induce la fase acumulativa de la formación de biopelículas de S. epidermidis, que implica un aumento en el intercambio de célula a célula de la información genética y una regulación de la resistencia a antibióticos . Además de la cooperación celular que es posible en una matriz de polisacárido, otra característica interesante de biofilms es su arquitectura sorprendentemente complejo. seccionamiento óptico ha demostrado la presencia de canales de agua en las biopelículas, así como una significativa heterogeneidad estructural. (7)

Nuestro estudio encontró que P. aeruginosa y S. epidermidis formadas ambas biopelículas bacterianas en secciones de tubo de traqueotomía in vitro. Entre los cuatro materiales diferentes de cloruro de polivinilo-probado, silicona, acero inoxidable y plata de ley – no se observaron diferencias en la susceptibilidad a la formación de biopelículas. Aunque no se observó ninguna diferencia entre estos materiales, la selección de material de tubo de traqueotomía ha históricamente no se ha centrado en la resistencia a la infección. Diferentes materiales han sido seleccionados por sus respectivos méritos con respecto a la flexibilidad, facilidad de uso, y la reacción de la piel.

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Desde el Departamento de Otorrinolaringología – Cirugía de Cabeza y Cuello, Universidad de Iowa Hospital de Clínicas, Iowa City.

Las solicitudes de separatas: José M. Manaligod, MD, Profesor Asistente, Departamento de Otorrinolaringología – Cirugía de Cabeza y Cuello, Universidad de Iowa Hospitales y Clínicas, 200 Hawkins Dr. Iowa City, IA 52242. Teléfono: (319) 353-5837; Fax: (319) 356-4547; e-mail: Esta dirección de correo electrónico está protegida contra robots de spam. Es necesario activar Javascript para visualizarla.

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